(3) El límite de detección (LD) es la
menor cantidad o concentración de analito que puede detectarse en una
muestra, aunque no necesariamente cuantificarse, bajo las condiciones
del experimento indicadas. El valor numérico del LD debe ser:
(4) El límite de cuantificación (LC) es la menor cantidad o
concentración de analito en una muestra que puede determinarse con
precisión y exactitud aceptables bajo las condiciones del experimento
establecidas. El valor numérico del LC debe ser:
(5) La precisión se expresa como la desviación estándar relativa
obtenida u observada (RSDR) de la reproducibilidad de los resultados.
Este valor se compara con la desviación estándar relativa prevista o
teórica (PRSDR) de la reproducibilidad.
El grado de precisión se computa como la desviación estándar de los
resultados del método, es decir, evalúa la dispersión de los resultados
que se obtienen al realizar medidas replicadas sobre una misma muestra
(una mayor desviación estándar de los resultados indica una menor
precisión del método).
Según Horwitz, el coeficiente entre el valor observado y el valor
teórico debería ser ≤ 2 (conocido como el valor HorRat). Esta
afirmación también es aplicable a la ecuación de Thompson de la PRSDR =
22%
A modo de ejemplo, a continuación, se muestra la precisión requerida en
distintas concentraciones de acuerdo con la ecuación de
Horwitz-Thompson:
PRSDR = Valor previsto para la desviación estándar relativa de la reproducibilidad de los datos.
RSDR = Valor observado para la desviación estándar relativa de la reproducibilidad de los datos.
(6) La veracidad es el grado de concordancia entre la expectativa
relativa al resultado de un ensayo o de una medición y el valor
verdadero. La diferencia entre el resultado de la medida y el valor
real del mensurando se lo conoce como sesgo. Habitualmente, se calcula
como el porcentaje de analito recuperado o por la diferencia entre el
valor obtenido y el valor real evaluado estadísticamente (% de
recuperación). La recuperación permite ver el rendimiento de un método
analítico en cuanto al proceso de extracción y la cantidad del analito
existente en la muestra original.
R (%) = [(Ce – Co) / Ca]. 100
Ce = es la concentración del analito medida en la muestra enriquecida o fortificada.
Co = es la concentración de analito medida en la muestra sin fortificar.
Ca = es la concentración de analito adicionado.
NOTA: En los casos en que el límite especificado sea una relación
masa/volumen, se podrán considerar los mismos criterios de aceptación
de los parámetros a evaluar.”
ARTÍCULO 3°.- Sustitúyese el Artículo 1414 del Capítulo XX “Metodología
Analítica Oficial” del Código Alimentario Argentino (CAA), el que
quedará redactado de la siguiente manera: “Artículo 1414: A los fines
del desarrollo de metodologías analíticas, podrán utilizarse como
referencia las siguientes normas internacionalmente reconocidas, sin
perjuicio de aquellas otras que establezca la Autoridad Sanitaria
Nacional:
AOAC: Official Methods of Analysis of the Association of Official Analytical Chemists.
AOCS: Official Methods of the American Oil Chemists’ Society.
BAM - FDA: Bacteriological Analytical Manual - U. S. Food and Drug Administration
CODEXSTAN234-1999: Recommended Methods of Analysis and Sampling–Codex Alimentarius.
COI: International Olive Council.
Farmacopeas internacionalmente reconocidas.
ICMSF: The International Commission on Microbiological Specifications for Foods.
ISO: International Standard Organization.
ARTICULO 4°.- Sustitúyese el Artículo 1414 tris del Código Alimentario
Argentino (CAA) que quedará redactado de la siguiente manera: “Artículo
1414 tris: Las metodologías transversales para las especias canela,
cedrón, orégano, nuez moscada, pimentón, pimienta blanca, pimienta
negra y tomillo son las siguientes:
(1) o su versión más actualizada.
* Para el caso de pimentón.”
ARTÍCULO 5° - Incorpórase el Artículo 1414 quater del Código
Alimentario Argentino (CAA), el que quedará redactado de la siguiente
manera: “Artículo 1414 quater: La evaluación de la genuinidad de las
especias contempladas en el presente Código se realizará de conformidad
con las metodologías analíticas que se detallan a continuación:
A. TÉCNICA DE DIAFANIZACIÓN DE STRITTMATTER
Versión: 1 – Fecha de revisión: septiembre 2020.
1. Objetivo y alcance.
Establecer el procedimiento para transparentar los tejidos sin disgregarlos.
2. Referencias
2.1. “Nueva técnica de diafanización”. Dizeo de Strittmatter, C. (1973) Bol.
Soc. Arg. Bot. 15(1):126-129.
3. Desarrollo.
3.1. Equipos y materiales
3.1.1. Mechero o plancha calefactora.
3.1.2 Vaso de precipitados.
3.1.3 Taco de sauco o de telgopor.
3.1.4 Agujas histológicas o de disección.
3.1.5 Pinza de punta fina.
3.1.6 Hoja de bisturí u hoja para afeitar.
3.1.7 Espátulas.
3.1.8 Alcohol 96°.
3.1.9 Hidróxido de sodio 5% m/v
3.1.10 Hipoclorito de sodio 50% v/v.
3.1.11 Agua corriente.
3.1.12 Agua destilada.
3.1.13 Hidrato de cloral 5% m/v.
3.1.14 Alcohol 70°.
3.2 Procedimiento.
3.2.1 Colocar el material a diafanizar en un vaso de precipitados con alcohol 96° y llevar a ebullición durante 10 minutos.
3.2.2 Pasar a una solución de alcohol 96° e hidróxido de sodio al 5% en
partes iguales. Hervir durante 5 a 10 minutos, según la consistencia
del material.
3.2.3 Lavar con agua corriente, haciendo cambios hasta que el agua
quede totalmente limpia. Hacer dos cambios más con agua destilada.
3.2.4 Colocar el material en hipoclorito de sodio al 50% hasta que se
torne completamente transparente. El tiempo necesario será desde unos
pocos minutos hasta una hora. Observar continuamente.
3.2.5 Lavar 5 veces con agua destilada durante 3 minutos cada vez.
3.2.6 Colocar finalmente el material en tratamiento en hidrato de cloral durante 5-10 minutos para quitarle opacidad.
3.2.7 Para conservar el material mantenerlo en alcohol 70°.
B. IDENTIFICACIÓN DE ESPECIAS EN HOJAS ENTERAS O FRAGMENTADAS Y DETERMINACIÓN DE IMPUREZAS
Versión: 1 – Fecha de revisión: septiembre 2020.
1. Objetivo y alcance.
Establecer un procedimiento para el análisis macro y microscópico de
hojas enteras o fragmentadas de especias, para determinar la genuinidad
del producto.
2. Referencias.
2.1. “Documento de Mínimos de Calidad”. (2011). Asociación Europea para las Especias.
2.2. Microscopía analítica. Wallis, T.E. (1968). Zaragoza: Ed. Acribia. 318pp.
2.3. Anatomía Vegetal. Esau, K. (1976). Barcelona: Ed. Omega, S.A. 779pp.
2.4. Morfología de las plantas superiores. Valla, J.J. (1979). Buenos Aires: Ed. Hemisferio Sur S.A. 332pp.
2.5. Spices, Volumen II. Parry, J. W. (1969). Nueva York: Chemical Publishing Company, Inc.
2.6. The Microscopy of Vegetable Foods. Winton, A. L., Moeller J. &
Barber Winton K. (1916). Nueva York: John Wiley & Sons.
2.7. Mikroskopie der Nahrungs- und Genußmittel aus dem Pflanzenreiche.
Moeller, J. & Dr. Griebel, C. (1928). Berlín: Verlag von Julius
Springer.
2.8. Annexes microphotographiques aux Méthodes Officielles d’Analyse.
Atlas Microphotographique d’Anatomie Végétale. Tome I: Céréales,
Légumineuses, Féculents. Stoll, S. (1966). París: Service de la
Répression des Fraudes et du Contrôle de la Qualité.
2.9. Annexes microphotographiques aux Méthodes Officielles d’Analyse.
Atlas Microphotographique d’Anatomie Végétale. Tome II:
Épices-Aromates, Fruits, Stimulants. Stoll, S. (1967). París: Service
de la Répression des Fraudes et du Contrôle de la Qualité.
2.10. ISO 927.2009 Spices and condiments – Determination of extraneous matter and foreign matter content. Versión vigente.
2.11. IRAM 18983 Especias y hierbas culinarias – Determinación del
contenido de las impurezas por observación directa. Versión vigente.
3. Desarrollo.
3.1. Definiciones.
3.1.1. Materia ajena macroscópica: Toda materia visible al ojo desnudo
o con un aumento de 10X como máximo, que no es parte de la planta a la
que pertenece la especia o hierba. Esta puede ser no animal (por
ejemplo, tallos, piedras, vidrios, plásticos, metal, etc.) o animal
(por ejemplo, insectos enteros, fragmentos de insectos, excrementos,
etc.).
3.1.2. Materia extraña macroscópica: Toda materia visible al ojo
desnudo o con un aumento de 10X como máximo, que es otra parte de la
planta diferente de la parte empleada (por ejemplo, tallos, flores).
3.2. Equipos y materiales.
3.2.1. Microscopio óptico.
3.2.2. Microscopio estereoscópico o lupa.
3.2.3. Mechero o plancha calefactora.
3.2.4. Vasos de precipitado.
3.2.5. Placas de Petri.
3.2.6. Espátulas.
3.2.7. Agujas histológicas o de disección.
3.2.8. Pinzas de punta fina.
3.2.9. Balanza analítica de precisión.
3.2.10. Balanza granataria.
3.2.11. Portaobjetos.
3.2.12. Cubreobjetos.
3.2.13. Taco de sauco o telgopor.
3.2.14. Hojas de bisturí u hoja para afeitar.
3.2.15. Agua corriente.
3.2.16. Hidróxido de sodio al 5 % m/v.
3.2.17. Lugol (IK 1 g: iodo metálico: 1 g: agua destilada: 100 ml).
3.3. Procedimiento.
Determinación de materia extraña y/o ajena
3.3.1. Homogeneizar la muestra previamente a la toma de la porción de
ensayo. El tamaño mínimo de la porción de ensayo considerado para hojas
de hierbas es de 5 g.
3.3.2. Colocar la porción de ensayo en una placa de Petri y examinar a
ojo desnudo o en la lupa con aumento de 10X como máximo, el estado
general del producto separando toda la materia extraña o ajena, o ambas.
3.3.3. Pesar la materia extraña y ajena no animal separadas en el punto 3.3.2.
3.3.4. Calcular la fracción en masa de la materia extraña, WME, y la
fracción en masa de la materia ajena no animal, WMA, expresadas en
porcentaje, mediante las siguientes fórmulas:
WME = 100 . mME / ms
WMA = 100 . mMA / ms
siendo:
mME: masa de la materia extraña, en gramos.
mMA: masa de la materia ajena no animal, en gramos.
mS: masa de la muestra de laboratorio o de la porción de ensayo según corresponda, en gramos.
Observación microscópica: Muestra hidratada
3.3.5. Hidratar una porción de la materia extraña y ajena no animal separada en el ítem 3.3.2. luego de cumplido el ítem 3.3.3.
3.3.6. Montar con agua entre portaobjeto y cubreobjeto una pequeña cantidad de material hidratado.
3.3.7. Encender el microscopio.
3.3.8. Observar al microscopio a 100X – 400X, contrastando con material
de referencia (especias testigo) y/o bibliografía (ver ítem 2.0.
Referencias).
3.3.9. De ser necesario, para diferenciar y/o identificar los
amiloplastos, teñir con lugol, colocando una gota en uno de los bordes
entre portaobjeto y cubreobjeto.
3.3.10. Preparar y observar tantos preparados como sean necesarios para asegurarse la conclusión de lo que se observa.
Observación microscópica: Muestra hidrolizada
3.3.11. Para observar los elementos histológicos disgregados, a partir
de la muestra original, colocar una pequeña cantidad en un vaso de
precipitado de 50 ml con hidróxido de sodio al 5% y llevar a
ebullición. El tiempo de hidrólisis dependerá de la consistencia de la
muestra.
3.3.12. Retirar de la plancha calefactora y agregar agua corriente fría al material hidrolizado para detener la hidrólisis.
3.3.13. Dejar decantar, descartar el sobrenadante y volver a enjuagar
con agua corriente fría, descartando cada vez el sobrenadante.
3.3.14. Encender el microscopio.
3.3.15. Montar entre portaobjeto y cubreobjeto una pequeña cantidad de material hidrolizado.
3.3.16. Observar el material hidrolizado en microscopio óptico a 100X –
400X, contrastando con material de referencia (especias testigo) y/o
bibliografía (ver ítem 2.0. Referencias).
3.3.17. Preparar y observar tantos preparados como sean necesarios para asegurarse la conclusión de lo que se observa.
Observación microscópica: Cortes transversales de hojas
3.3.18. Para observar cortes transversales de hojas, colocarlas en un
taco directamente si son frescas o darles un hervor previo en el caso
de material seco entre 2-4 minutos, dependiendo de la consistencia de
la hoja.
3.3.19. Realizar los cortes a mano alzada.
3.3.20. Colocar el material con ayuda de una pinza sobre un
portaobjetos, montar con agua y observar al microscopio, contrastando
con material de referencia (especias testigo) y/o bibliografía (ver
ítem 2.0. Referencias).
3.3.21. Preparar y observar tantos preparados como sean necesarios para asegurarse la conclusión de lo que se observa.
3.3.22. Si resultara necesario transparentar aún más los tejidos o
identificar su disposición estructural sin disgregarlos, utilizar la
Técnica de Diafanización de Strittmatter.
C. IDENTIFICACIÓN DE ESPECIAS ENTERAS O MOLIDAS Y DETERMINACIÓN DE IMPUREZAS
Versión: 1 – Fecha de revisión: septiembre 2020.
1. Objetivo y alcance.
Establecer un procedimiento para el análisis macro y microscópico de
especias en polvo, en trozos o frutos enteros (no hojas), para
determinar la genuinidad del producto.
2. Referencias
2.1. “Documento de Mínimos de Calidad”. (2011). Asociación Europea para las Especias.
2.2. Microscopía analítica. Wallis, T.E. (1968). Zaragoza: Ed. Acribia. 318pp.
2.3. Anatomía Vegetal. Esau, K. (1976). Barcelona: Ed. Omega, S.A. 779pp.
2.4. Morfología de las plantas superiores. Valla, J.J. (1979). Buenos Aires: Ed. Hemisferio Sur S.A. 332pp.
2.5. Spices, Volume II. Parry, J. W. (1969). Nueva York: Chemical Publishing Company, Inc.
2.6. The Microscopy of Vegetable Foods. Winton, A. L., Moeller J. &
Barber Winton K. (1916). Nueva York: John Wiley & Sons.
2.7. Mikroskopie der Nahrungs- und Genußmittel aus dem Pflanzenreiche.
Moeller, J. & Dr. Griebel, C. (1928). Berlín: Verlag von Julius
Springer.
2.8. “Adulterants in Spices: Microscopic Examination Method Procedure”. AOAC Official Method 916.01. (2005).
2.9. Annexes microphotographiques aux Méthodes Officielles d’Analyse.
Atlas Microphotographique d’Anatomie Végétale. Tome I: Céréales,
Légumineuses, Féculents. Stoll, S. (1966). París: Service de la
Répression des Fraudes et du Contrôle de la Qualité.
2.10. Annexes microphotographiques aux Méthodes Officielles d’Analyse.
Atlas Microphotographique d’Anatomie Végétale. Tome II:
Épices-Aromates, Fruits, Stimulants. Stoll, S. (1967). París: Service
de la Répression des Fraudes et du Contrôle de la Qualité.
2.11. ISO 927.2009 Spices and condiments – Determination of extraneous matter and foreign matter content.
2.12. IRAM 18983 Especias y hierbas culinarias – Determinación del
contenido de las impurezas por observación directa. Versión vigente.
3. Desarrollo.
3.1. Definiciones.
3.1.1. Materia ajena macroscópica: Toda materia visible al ojo desnudo
o con un aumento de 10X como máximo, que no es parte de la planta a la
que pertenece la especia o hierba. Esta puede ser no animal (por
ejemplo, tallos, piedras, vidrios, plásticos, metal, etc.) o animal
(por ejemplo, insectos enteros, fragmentos de insectos, excrementos,
etc.).
3.1.2. Materia extraña macroscópica: Toda materia visible al ojo
desnudo o con un aumento de 10X como máximo, que es otra parte de la
planta diferente de la parte empleada (por ejemplo, tallos, flores).
3.2. Equipos y materiales
3.2.1. Microscopio óptico.
3.2.2. Microscopio estereoscópico o lupa.
3.2.3. Mechero o plancha calefactora.
3.2.4. Vasos de precipitado.
3.2.5. Placas de Petri.
3.2.6. Espátulas.
3.2.7. Agujas histológicas o de disección.
3.2.8. Pinzas de punta fina.
3.2.9. Balanza analítica de precisión.
3.2.10. Balanza granataria.
3.2.11. Portaobjetos.
3.2.12. Cubreobjetos.
3.2.13. Taco de sauco o telgopor.
3.2.14. Hojas de bisturí u hoja para afeitar.
3.2.15. Agua corriente.
3.2.16. Hidróxido de sodio al 5 % m/v.
3.2.17. Lugol (IK 1 g: iodo metálico: 1 g: agua destilada: 100 ml).
3.3. Preparación de la muestra.
3.3.1. Productos en polvo: Homogeneizar. Conservar en un recipiente cerrado.
3.3.2. Productos en trozos/fruto entero: Raspar, moler, rallar o picar.
3.4. Procedimiento.
Determinación de materia extraña y/o ajena
3.4.1. Tomar la porción de ensayo según indica la tabla 1 y colocarla
en placa de Petri para examinar, a ojo desnudo o en la lupa con aumento
de 10X como máximo, el estado general del producto separando toda la
materia extraña o ajena, o ambas.
3.4.2. Pesar la materia extraña y ajena no animal separadas en el punto 3.4.1.
3.4.3. Calcular la fracción en masa de la materia extraña, WME, y la
fracción en masa de la materia ajena no animal, WMA, expresadas en
porcentaje, mediante las siguientes fórmulas:
WME = 100 . mME / ms
WMA = 100 . mMA / ms
siendo:
mME: masa de la materia extraña, en gramos.
mMA: masa de la materia ajena no animal, en gramos.
mS: masa de la muestra de laboratorio o de la porción de ensayo según corresponda, en gramos.
TABLA 1 – Tamaño de la muestra de laboratorio y de la porción de ensayo.
Densidad del producto | Producto | Tamaño de la muestra de laboratorio (g) | Tamaño apropiado de la porción de ensayo (g) | Tamaño mínimo de la porción de ensayo (g) |
Alta | Pimienta de Jamaica | 500 | 100 | 100 |
Anís (semillas) | 100 | 10 |
Alcaravea (semillas) | 100 | 10 |
Cardamomo (semillas) | 100 | 100 |
Casia / canela | 100 | 50 |
Apio (semillas) | 100 | 10 |
Clavos | 100 | 10 |
| Coriandro (semillas) | 100 | 10 |
Comino (semillas) | 100 | 10 |
Eneldo (semillas) | 100 | 10 |
Hinojo (semillas) | 100 | 10 |
Ajo | 100 | 10 |
Jengibre | 100 | 100 |
Enebro (bayas) | 100 | 100 |
Nuez moscada (entera y quebrada) | 100 nueces enteras o 500 g de nueces quebradas | 100 nueces enteras o 500 g de nueces quebradas | 50 nueces enteras o 250 g de nueces quebradas |
Cebolla | 500 | 100 | 10 |
Pimienta (negra y blanca) | 100 | 100 |
Amapola (semillas) | 100 | 10 |
Sésamo (semillas) | 100 | 10 |
Cúrcuma | 100 | 100 |
Baja | Pimientos | 250 | 100 | 100 |
Macis | 25 | 25 |
Hojas de hierbas | 25 | 5 |
Otra | Azafrán | 3 | 3 | 0,5 |
3.4.4. Hidratar el material preparado según el ítem 3.3.
3.4.5. Encender el microscopio.
3.4.6. Montar con agua entre portaobjeto y cubreobjeto una pequeña
cantidad de material hidratado y observar al microscopio a 100X – 400X,
contrastando con material de referencia (especias testigo) y/o
bibliografía (ver ítem 2.0. Referencias).
3.4.7. De ser necesario, para diferenciar y/o identificar los
amiloplastos teñir con lugol, colocando una gota en uno de los bordes
entre portaobjeto y cubreobjeto.
3.4.8. Preparar y observar tantos preparados como sean necesarios para asegurarse la conclusión de lo que se observa.
3.4.9. Para observar los elementos histológicos disgregados, a partir
de la muestra original, colocar una pequeña cantidad en un vaso de
precipitado de 50 ml con hidróxido de sodio al 5% y llevar a
ebullición. El tiempo de hidrólisis dependerá de la consistencia de la
muestra.
3.4.10. Retirar de la plancha calefactora y agregar agua corriente fría al material hidrolizado para detener la hidrólisis.
3.4.11. Dejar decantar, descartar el sobrenadante y volver a enjuagar
con agua corriente fría, descartando cada vez el sobrenadante.
3.4.12. Encender el microscopio.
3.4.13. Montar entre portaobjeto y cubreobjeto una pequeña cantidad de material hidrolizado.
3.4.14. Observar el material hidrolizado en microscopio óptico a 100X –
400X, contrastando con material de referencia (especias testigo) y/o
bibliografía (ver ítem 2.0. Referencias).
3.4.15. Preparar y observar tantos preparados como sean necesarios para asegurarse la conclusión de lo que se observa.”
ARTÍCULO 6º.- La presente resolución entrará en vigencia al día siguiente de su publicación en el Boletín Oficial.
ARTÍCULO 7º.- Comuníquese, publíquese, dése a la DIRECCIÓN NACIONAL DEL REGISTRO OFICIAL y archívese.
e. 22/11/2023 N° 94366/23 v. 22/11/2023